TISSUE MICROARRAYS

Xavier Farré

Unidad de Patología Molecular. Centro Nacional de Investigaciones Oncológicas (CNIO). Madrid (España).

E-mail:    xfarre@cnio.es

1.- INTRODUCCIÓN

Los grandes avances que se han producido en los últimos años en el campo de la genómica y la bioinformática han derivado en la aparición de técnicas mediante las cuáles se obtienen enormes cantidades de datos que pueden ser procesados y analizados con un software adecuado, hasta obtener unos resultados que difícilmente podían obtenerse en años anteriores.

Entre éstas técnicas destacan los cDNA microarrays (que pueden traducirse como micromatrices de cDNA) mediante los cuáles se pueden estudiar cambios en la expresión de un gran número de genes a partir de una sola muestra tumoral. Sin embargo, esta técnica no permite conocer si estos cambios de expresión observados en un determinado número de genes son habituales en el modelo tumoral estudiado. Es decir, es necesario realizar un cribaje a nivel poblacional, mediante el análisis de un marcador molecular en un grupo de tumores. Para ello, se puede utilizar la técnica de los tissue microarrays (TMAs), que pueden traducirse como micromatrices de tejidos, con lo que se realiza el proceso inverso: se estudia 1 gen (o su producto) en un gran número de tumores.

Por lo tanto, es necesario trasladar todos estos datos obtenidos con estudios genómicos y traducirlos a aplicaciones diagnósticas y terapéuticas. Así, es importante integrar los datos de DNA, RNA y proteínas y relacionarlos con estudios clínicos, para poder efectuar el seguimiento de los pacientes estudiados y trasladar estos datos al nivel celular.

2.- EVOLUCIÓN HISTÓRICA DE LA TÉCNICA DE LOS TISSUE MICROARRAYS

La idea original de seleccionar fragmentos tisulares de tamaño reducido surge en la década de los años 80 como consecuencia del desarrollo de las técnicas inmunohistoquímicas, que suponían una mejora en el diagnóstico histopatológico. El inconveniente de estas técnicas era su alto coste y que se realizaban mediante protocolos largos. Para aportar soluciones a esta problemática, en 1986, Hector Battifora, patólogo de la City of Hope en Duarte (CA, USA), propuso una técnica conocida con el nombre de “sausage method”, que permitía montar un gran número de tejidos normales o tumorales en una membrana de revestimiento y que se embebía en un único bloque de parafina, al que denominó “multitumor tissue block” (MTTB) (8).

En 1987, Wan y cols (93), del AMC Cancer Research Center de Denver (CO, USA) publicaron una modificación del método de Battifora, que solucionaba el problema de la distribución aleatoria de los tejidos. La denominaron “paraffin core method”. Esta técnica consistía en la preparación de cilindros de tejido parafinado proveniente de bloques histológicos y su montaje en un bloque de parafina. Este bloque era seccionado y se podían obtener preparaciones histológicas. Describieron la posibilidad de estudiar simultáneamente 120 casos, con el consiguiente ahorro de costes y de tiempo al realizar técnicas inmunohistoquímicas.

En 1990, de nuevo Hector Battifora y cols. describieron la disposición de múltiples muestras tisulares en matrices (9). Para ello se utiliza un molde especial suspendiendo los tejidos en agar y posteriormente se embebía en parafina utilizando procedimientos habituales. Con esta técnica ya se pudo comenzar a pensar en el cribaje masivo de muestras tisulares con la finalidad de analizar el posible valor pronóstico de nuevos marcadores. En los años posteriores, se realizaron algunos estudios con este método, como por ejemplo el de Urieli-Shoval y cols. (90).

En 1998 Kononen y cols. (42, 62), en el National Institute of Health (NIH) en Bethesda (MD, USA) describieron la técnica automatizada y la denominaron “tissue microarrays”. Para ello, utilizaron un sencillo aparato denominado “tissue arrayer”, que se describe posteriormente. Esta técnica surge en un contexto en el que comenzaban a despuntar técnicas revolucionarias de análisis genómico, como los cDNA microarrays, mediante las cuáles se podían obtener enormes cantidades de datos. Es en este momento en el que se describe una técnica que consistía en pinchar con una aguja de pequeño diámetro un bloque de parafina y extraer un diminuto cilindro de tejido que se colocaba en otro bloque, denominado “receptor”, en el que se disponían matricialmente una gran cantidad de cilindros. Potencialmente, se podía pensar en disponer hasta 1000 cilindros de tejido en un mismo bloque. Además, esta técnica aportaba ventajas adicionales, como su utilización en otras técnicas como el FISH e ISH.

En 1999 se publicó el primer estudio que incluía cDNA y TMA microarrays. Se estudiaron 5184 genes con cDNA microarrays y por inmunohistoquímica en TMAs la expresión de vimentina en 532 carcinomas renales (51)

Otro estudio interesante de esta época describe la construcción de TMAs utilizando múltiples tipos tumorales, con lo cuál se podía estudiar la expresión del producto de un gen de forma simultánea en distintos modelos tumorales (81).

Desde entonces, se han ido incrementando progresivamente los estudios realizados utilizando tissue microarrays (Ver Apéndices A y B). Con los TMA se pueden validar los resultados obtenidos con otras técnicas como los cDNA y oligonucleotido microarrays, así como de la hibridación genómica comparada (CGH). En algunos casos se utilizó Northern Blot como técnica alternativa además de los cDNA microarrays.  Los resultados particulares obtenidos en estos estudios quedan fuera del objetivo de este trabajo, por lo que se remite a los Apéndices A y B que contienen las citas bibliográficas de los mismo.

3.- CLASES DE TISSUE MICROARRAYS

Según la composición de los TMA, se pueden definir diversos tipos de TMA (14):

- TMAs multitumor:

Están compuestos por distintos tipos tumorales. Se utilizan para cribar alteraciones moleculares de interés. El primer ejemplo de TMA multitumor contenía 397 muestras de 17 tipos tumorales diferentes (81).

- TMAs de progresión:

Se usan para el estudio de alteraciones moleculares en distintas etapas de un tumor en particular (ej: cáncer de mama, vejiga urinaria, riñón y próstata) (16). Un ejemplo es el de un estudio de la progresión del cáncer de próstata que incluya tejido normal o hiperplásico, PIN, carcinoma incidental (pT1), carcinoma localizado (pT2), carcinoma con crecimiento extraprostático (pT3-pT4), metástasis y recidivas.

- TMAs de pronóstico:

Constituídos por tumores de los que se poseen datos clínicos y seguimiento. Con la ayuda de estos arrays, nuevos parámetros pronósticos podrían ser identificados o se puede testar el valor de alteraciones moleculares para predecir la respuesta a la quimioterapia (51).

4.- OTRAS VARIANTES RELACIONADAS CON LOS TISSUE MICROARRAYS CONVENCIONALES:

- Crioarrays:

Son TMAs compuestos de tejidos congelados. Han surgido como consecuencia de los problemas inherentes a la utilización de TMAs de tejido fijado ( dificultad en extraer RNA... ) (25)

- TMAs que contienen líneas celulares:

Como su nombre indica, se componen de líneas celulares, en vez de tejido parafinado (34). Recientemente se ha descrito un array de líneas celulares congeladas (25, 87). Requiere el uso de suspensiones celulares.

- Tissue macroarrays:

Variante sencilla de los TMAs realizada manualmente. Podría representar una alternativa en aquellos casos en que la heterogeneidad tumoral dificulte la evaluación de los datos obtenidos con un TMA habitual.

Se han descrito diversos métodos, con variaciones manuales:

-         “Macrochops” (26):  método ideado en el Hospital Clínic de Barcelona (España). Incluye el uso de un “punch” para pinchar en el bloque donante y posteriormente se introduce el material en un bloque “receptor” que consta únicamente de parafina.

-         Variante utilizando hojas de bisturí (94): diseñada en el MD Anderson (Houston, TX, USA). Incluye el corte de un bloque de parafina con el material a estudiar, obteniéndose secciones de 1,2 x 0,8 cm que pueden ser trasladadas ordenadamente e independientemente a una preparación histológica “receptora”. De este modo se puede estudiar de forma simultánea el material de hasta 12 bloques de parafina distintos.

- Multibloques:

Técnica presentada por el Instituto de Patología de Hannover (Alemania) en el Congreso de la USCAP 2002 que también se basa en el manejo de múltiples tejidos en un bloque de parafina (48). Destaca por el gran número de casos analizados (entre 3000-5000).

5.- UTILIDADES DE LOS TISSUE MICROARRAYS

Con el estudio de marcadores utilizando técnicas de inmunohistoquímica, hibridación in situ y FISH, esta técnica se considera adecuada para:

- Estudio de la progresión tumoral

- Cribaje de todo el espectro de una neoplasia

- Identificación de nuevas posibilidades terapéuticas

- Ensayos clínicos

- Establecimiento de perfiles moleculares de tumores (1)

- Validación de los datos de cribaje de los cDNA microarrays y otras técnicas parecidas

- Testar y optimizar sondas y anticuerpos

- Docencia y control de calidad a fin de mejorar la interpretación estandarizada de resultados

- Obtención de una muestra para extraer ADN

6.- VENTAJAS E INCONVENIENTES DEL USO DE TISSUE MICROARRAYS

La principal ventaja de la utilización de esta técnica es la reducción significativa de tiempo y coste para su realización. Es posible efectuar un estudio de grandes series de pacientes en un tiempo escaso. Ello se halla motivado por una rápida velocidad en el procesamiento de las muestras, la posibilidad de análisis simultáneo y estandarizado de múltiples muestras y la existencia de un área de tamaño suficiente para analizar.

Los TMAs permiten analizar la expresión del marcador determinado, estudios clínico-patológicos en los que se valora la expresión de este marcador con otras variables como tipo histológico, grado, TNM... También se pueden realizar trabajos cuya finalidad sea la obtención de factores pronósticos, mediante estudios de supervivencia, aparición de recidivas, etc. Además, esta técnica también puede ser útil para el estudio de enfermedades no neoplásicas y utilizando citologías (70), aunque estas aplicaciones todavía se encuentran en una fase preliminar.

En la actualidad está demostrada la utilidad de esta técnica, que ha experimentado un auge en los últimos años. Entre los motivos que podrían explicar este auge  se puede destacar:

-         su disposición en matriz

-         el uso de instrumentos de precisión

-         la automatización

-         el alto rendimiento

-         el contexto actual (genómica, proteómica...)

-         el uso de múltiples marcadores

-         el tratamiento informatizado relacionando la biología del cáncer, epidemiología, clínica, histología y pronóstico

-         la popularidad de los cDNA microarrays

-         su posible uso para evaluar terapias en ensayos clínicos

-         el bajo coste

-         el ahorro de tejido

Los principales inconvenientes surgen en los casos de tumores muy heterogéneos histológicamente y cuando existe un mínimo número de células tumorales en las biopsias. La reproducibilidad de los resultados debería validarse mediante un estudio comparativo con secciones completas de un grupo de tumores en estos casos (Ver “validación de la técnica”)

7.- VALIDACIÓN DE LA TÉCNICA

Una de las cuestiones planteada al usar una pequeña cantidad de tejido es si se obtenían resultados representativos respecto a la utilización de secciones completas teniendo en cuenta que un cilindro de 0,6 cm de diámetro de un TMA suele contener unas 500-1000 células. Ante esto surgían diversas preguntas:

- ¿es el cilindro representativo?

- ¿es la tinción interpretable?

- ¿qué tipos celulares presentan?

- ¿qué tipos celulas presentan expresión positiva?

Para intentar responder a estas cuestiones se han realizado diversos estudios de validación de la técnica:

-         en el año 2000, Gillett y cols. (31) efectuaron un estudio de la expresión de receptores de estrógenos (ER) y progesterona (PR) en carcinomas de mama comparando su expresión respecto a la de tejido normal y la expresión obtenida de dos cilindros comparándola con la de 3.

-         Ese mismo año, Camp y cols. (18) realizaron un estudio también en carcinomas de mama evaluando la expresión de ER, PR y Her2/Neu en 2-10 cilindros respecto a la sección completa, con la particularidad que se utilizaron 8-11 casos de cada década comenzando por 1932, a fin de evaluar como influía el paso del tiempo en la expresión de los marcadores.

-         En el año 2001, otro estudio de validación fue publicado por Hoos y cols, (36) esta vez utilizando tumores fibroblásticos. Se compararon la expresión de Ki-67, p53 y pRB en un número de cilindros comprendido entre 1-3 con la sección completa, valorando el acuerdo o desacuerdo de la expresión de cada cilindro con la sección completa.

-         Nocito y cols (59) estudiaron el efecto de la heterogeneidad tumoral valorando los ER y PR en carcinomas de mama obteniéndose resultados favorables, especialmente cuando la tinción del marcador era homogénea. No quedó demostrado que el incremento del diámetro del “punch” aumentase la representatividad del análisis del TMA y además disminuye el número de muestras que pueden disponerse en una única preparación.

-         En el 2002 se ha publicado un nuevo estudio de validación por parte de Rubin y cols (75)., esta vez evaluando la expresión de Ki-67 en carcinomas de próstata. Describieron que la obtención de menos de 3 cilindros no era representativa de la expresión la proteína y que un número de cilindros mayor de 4 no añadía información significativa.

-          Asimismo, el meeting de la USCAP de este año aportó una serie de comunicaciones que analizaron el problema de la heterogeneidad en el modelo de carcinoma prostático. Concretamente, el grupo de FK Mostofi en el AFIP presentó un trabajo de validación de p53 y bcl-2 en carcinomas de próstata. Concluyó que la los TMAs eran útiles para estudiar la naturaleza multifocal y heterogénea del carcinoma de próstata, pero no pudo confirmar un valor pronóstico de estos marcadores utilizando esta tecnología (49).

-          También en este mismo congreso se presentó un extenso estudio de validación utilizando un panel de 15 anticuerpos de utilidad diagnóstica, con resultados satisfactorios (37)

Los TMAs no se construyen de forma aleatoria, sinó seleccionando determinadas regiones del tumor. En los casos de tumores muy heterogéneos, una cuidada selección de las zonas puede aumentar la representatividad de los resultados. Se ha demostrado que preferentemente se detectan marcadores moleculares que se expresan homogéneamente en los tumores. En el caso de expresarse de forma heterogénea, la evaluación debe ser más cuidadosa. Por último, se contraindica el estudio con TMAs de los marcadores de expresión focal, ya que puede dar lugar a una interpretación errónea. En este caso, una alternativa sería la utilización de técnicas que requieran de un mayor aporte de material, como los “macrochops” (26).

Como conclusión a todo esto, comentar que se debería tener en mente que los TMAs son una herramienta de cribaje a nivel poblacional, para analizar de un modo rápido y económico las frecuencias de expresión de marcadores en poblaciones celulares, tisulares o en pacientes utilizando un gran número de casos. Por el contrario, el estudio cuidadoso y exacto de un tumor requiere de múltiples secciones completas amplias y consecutivas.  

8.- CONSTRUCCIÓN DEL TISSUE MICROARRAY DE FORMA MANUAL

En este apartado se describe la construcción de un TMA utilizando el “tissue arrayer” manual de Beecher Instruments. Es un sencillo instrumento que consta de un lámina base, un receptáculo portabloques para el bloque receptor del array, un puente para el bloque donante, 2 agujas de diferentes medidas y una guia de precisión XY. La guía XY se mueve con unos tornillos “guía”. Una imagen del mismo puede visualizarse en: http://www.beecherinstruments.com/prod_manarr.html

A continuación se describe el protocolo habitual del Centro Nacional de Investigaciones Oncológicas, modificado en parte del utilizado en la Universidad de Yale (CT, USA). La versión original de este protocolo puede consultarse en: http://www.yalepath.org/DEPT/research/YCCTMA/YTMA_protocol.pdf

Recogida de bloques donantes y preparaciones histológicas:

1) La construcción del TMA se debe iniciar con la recogida de la información necesaria referente a los casos requeridos para la confección del array, de la base de datos correspondiente o de la historia clínica.

2) Se preparan los bloques -donantes- de parafina, con un mínimo aconsejado de 2 mm de profundidad tisular y con una adecuada preservación antigénica durante el proceso de fijación.

3) Es aconsejable disponer de una preparación nueva teñida con hematoxilina-eosina como guía para seleccionar las regiones que deseamos muestrear.

4) Con ayuda del microscopio óptico, se marca con un rotulador el punto exacto correspondiente a la zona elegida.

5) Posteriormente se enfrenta la preparación histológica con el bloque de parafina correspondiente y se marcan las zonas elegidas en el bloque con rotulador.

Preparación del bloque receptor:

6) Se prepara un bloque de parafina en blanco, de 40x25 mm, para utilizar como receptor de las muestras tisulares.

7) Es importante alisar el bloque receptor antes de comenzar a insertar los cilindros. Para ello, se desgasta un poco la parafina hasta que el bloque receptor y la cuchilla del microtomo se dispongan en un mismo ángulo. Esto asegurará que los cilindros se corten al mismo tiempo.

8) Revisar que no existan agujeros en el bloque receptor, causados por burbujas de aire aparecidas durante la preparación del bloque.

Diseño del array:

9) Confeccionar una plantilla, identificando todos los cilindros y su disposición en el array, teniendo en cuenta lo siguiente:

-         Número de casos que se van a utilizar. Aunque teóricamente se pueden introducir hasta 1200 muestras, en la práctica el número de cilindros de cada TMA varía entre 100 y 400.

-         Diámetro del cilindro: generalmente se utiliza la aguja de 0,6 ó de 1 cm. Las agujas de diámetro superior (1,5 ó 2 cm) raramente se utilizan en la práctica.

-         Espaciado entre los cilindros: suele ser de 0,8 - 1 cm entre dos muestras adyacentes.

-         Margen: se recomienda que sea de 2,5 - 3 mm, para evitar la fragmentación de la parafina.

Construcción del array:

Este proceso puede verse en la figura 1 de la siguiente página web: http://www.yalepath.org/DEPT/research/YCCTMA/tisarray.htm

10) Ajustar el bloque receptor en el portabloques, de modo que la superficie del bloque sea paralela a la placa base.

11) Colocar a cero los micrómetros que marcan la alineación de las filas y columnas de los cilindros.

12) Elegir el juego de agujas apropiado. La aguja más gruesa de cada juego es la que hace el agujero en el bloque donante y la más pequeña hace el cilindro en el bloque receptor.

13) Ajustar la profundidad de descenso de las agujas aproximadamente a 3 mm.

14) Efectuar primero el agujero correspondiente al bloque de parafina receptor. Para ello se introduce la aguja y se empuja hasta llegar al tope.

15) Se mueve el mango de la aguja para facilitar la realización del cilindro de parafina, hasta su extracción. Depositar el cilindro de parafina en una cestilla.

16) Colocar el puente por encima del portabloques y, a continuación, el bloque de tejido donante sobre el mismo. El bloque de parafina receptor queda bajo el puente en la posición adecuada para introducir el nuevo cilindro.

17) Cambiar la posición de las agujas y pinchar el tejido del bloque donante.

18) Retirar el puente con el bloque donante.

19) Expulsar el cilindro de tejido exactamente encima del agujero realizado en la parafina, de forma que quede justo a nivel de la parafina sin hundirlo.

20) Cambiar las medidas del micrómetro, con el fin de hacer el siguiente agujero.

21) Proseguir con todos los cilindros hasta la finalización del tissue array.

22) Una vez terminado el array, introducir el bloque en una estufa a 37 ºC durante 15 minutos aproximadamente. Esto permite que los cilindros del tejido se adhieran mejor a la parafina en los agujeros del array del bloque receptor.

23) Sacar el bloque receptor de la estufa y presionar sobre él con un portaobjetos para nivelar la superficie. Aplicar una presión uniforme para empujar todos los cilindros del TMA a un mismo nivel.

24) Dejar enfriar el bloque a temperatura ambiente antes de cortar

Corte del bloque receptor con luz ultravioleta y cinta adhesiva:

El corte del TMA se puede realizar de forma tradicional (con baño) o con el método que utiliza cinta adhesiva y luz ultravioleta, que se describe a continuación. Es preferible seccionar todo el bloque en un mismo día y almacenar las secciones.

25) Revisar la cuchilla del microtomo y cambiarla si procede.

26) Colocar el bloque receptor en el microtomo y aproximarlo

27) Cuando ya esté listo para cortar a 5 micras, colocar la cinta adhesiva sobre la superficie del bloque. Es importante no dejar burbujas entre el bloque receptor y la cinta adhesiva. Esta cinta adhesiva evita la posible distorsión y la pérdida de cilindros debido al impacto de la cuchilla al cortar.

28) Efectuar el corte despacio. Cada corte se coloca en un portaobjetos tratado con luz ultravioleta (UV), para que el tejido se fije mejor al cristal. Se debe tener cuidado otra vez de no dejar burbujas.

29) Volver a colocar otro trozo de cinta y hacer otro corte, y así sucesivamente hasta finalizar.

30) Cada portaobjetos con la sección cortada del array se introduce en una lámpara UV durante 45 seg. con la cara que contiene la cinta boca abajo.

31) A continuación, hay que desprender la cinta adhesiva del portaobjetos, sumergiendo éste en un disolvente orgánico, durante 2 segundos.

32) Los portaobjetos ya sin cinta se sumergen en xileno durante 1 minuto y se dejan secar.

33) Retirar la cinta con unas pinzas.

34) Numerar las secciones con el mismo orden a como han sido seccionadas.

Almacenamiento de secciones histológicas embebidas en parafina:

35) Introducir los portaobjetos en parafina líquida. Sacar rápidamente y dejar enfriar.

Esto permite guardar los cortes durante bastante tiempo, protegiendo el tejido de la oxidación u otros daños y manteniendo la antigenicidad después del corte.

36) Cuando se precise eliminar la parafina: introducir los portaobjetos en xileno y en estufa a 56 ºC durante 15-30 minutos.

Para la construcción de TMAs de forma automatizada existe un manual en inglés que puede obtenerse en la siguiente página web: http://rubinlab.cancer.med.umich.edu/tissueMicroArrays/TMA_info.html.

9.- VALORACIÓN DE LOS TISSUE MICROARRAYS

Habitualmente es realizada de forma semicuantitativa por un patólogo. Sin embargo, recientemente se ha descrito un método de valoración cuantitativa de la expresión proteica en TMAs y su localización subcelular de forma automatizada utilizando fluorescencia y unos algoritmos denominados AQUA (Automated Quantitative Analysis), que ofrecen unas perspectivas nuevas y prometedoras (19). Además, se han presentado otros métodos de análisis cuantitativo que también se basa en el uso de fluorescencia (39, 43, 67).

Otro aspecto importante es la utilización de herramientas de software que permiten el análisis mediante clusterización de los resultados. El grupo de Matt van de Rijn de la Universidad de Stanford (CA, USA) acaba de publicar las herramientas Deconvoluter y Stainfinder, que combinadas con Excel y dos programas gratuítos (Cluster y Treeview) permiten analizar los datos y las imágenes (45). Una demostración online de los mismos se puede buscar en: http://genome-www.stanford.edu/TMA/explore.shtml

Otras herramientas de software aplicadas a los TMA se han utilizado para otros menesteres, como la valoración del grado de Gleason en el carcinoma de próstata (11). También se han propuesto modelos de bases de datos para manejar los datos obtenidos del análisis de los TMAs (46)

10.- ASPECTOS TÉCNICOS

- Rotura del bloque

Uno de los problemas más graves que pueden surgir al manipular el bloque es la rotura del mismo al proceder a cortarlo con el microtomo. La particular composición del TMA, con múltiples cilindros embebidos en parafina motiva que una incorrecta manipulación pueda ocasionar su fragmentación, lo cuál ocasiona prácticamente siempre su inutilización. Es importante ser muy cuidadoso en el momento de efectuar secciones del bloque, ya que no nos encontramos delante de escasos fragmentos de gran tamaño, sinó de un gran número de pequeños cilindros que están embebidos en parafina.

- Tinción heterogénea

Se produce en los casos en que algún componente de la técnica inmunohistoquímica no entra en contacto con las muestras. En los casos en que se realizan las técnicas inmunohistoquímicas de forma automatizada, se debe ser muy cuidadoso cuando las preparaciones se depositan verticalmente en el inmunoteñidor, que pueda ocasionar una cierta falta de homogeneidad, al no teñirse las filas más superiores.

- Pérdida de ciliindros

Se produce tras efectuar un gran número de cortes en el bloque receptor, en los casos en que se han introducido cilindros de escaso grosor. Es importante seleccionar bloques con el mayor grosor posible (mínimo aconsejable: 3 mm) para poder obtener un cilindro de grosor suficiente. En casos extremos, se puede intentar realizar el cilindro verticalizando el tejido.

- Ausencia de tinción de algunos cilindros

Suele deberse a un incorrecto procesamiento previo de la muestra. Una excesiva fijación del tejido puede negativizar la expresión de los anticuerpos. Al respecto ha aparecido recientemente un trabajo en el que se ha evaluado como afecta el tiempo de fijación en la calidad de la tinción (22)

- Selección incorrecta del tejido

Se puede producir por un incorrecto punteado de la muestra, un incorrecto punteado del bloque y el agotamiento de la lesión tras efectuar varias secciones en el tejido.

Es aconsejable que el punteado de la muestra sea efectuado por un patólogo. Debe aconsejarse también realizar el cilindro sobre lesiones amplias para evitar en lo posible el agotamiento de la lesión. Por ejemplo, es aconsejable que para estudiar el PIN con TMAs no se elija una zona donde se observa únicamente una glándula, sinó que se tiendan a buscar áreas extensas de PIN.

Información adicional sobre otros aspectos técnicos puede obtenerse en:

http://www.yalepath.org/DEPT/research/YCCTMA/YTMA_protocol.pdf

RESUMEN FINAL

La técnica de los tissue microarrays es útil para un análisis rápido de marcadores moleculares en un gran número de muestras, utilizando una mínima cantidad de tejido y disminuyendo significativamente los costes. Se considera que esta pequeña porción de tejido aporta información importante sobre la biología del cáncer y también a nivel clínico, de investigación y epidemiológico. El estudio de un número muy elevado de casos aporta información a nivel poblacional que será importante también a nivel individual. 

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