Comunidad Virtual de Anatomía Patológica (Conganat)

 

 

 

Estructura, regulación y funciones del gen supresor de tumores p53

Augusto Silva, Ana Gutiérrez del Arroyo, Carmen Arias e Iciar Lazaro.

CIB. CSIC

Velázquez 144, 28006 Madrid


Resumen.

El gen supresor de tumores p53, esta directamente implicado en detener la formación y desarrollo de tumores. Es el gen más frecuentemente mutado en cáncer humano. Se activa cuando la célula sufre daños en su DNA o cuando es sometida a estrés celular. Bajo estas condiciones, p53 sufre un proceso de activación post-tranducional y muchos de sus residuos son modificados por fosforilación, acetilación o sumolización. En condiciones normales p53 esta presente en bajos niveles en todas las células. Cuando la célula es agredida por agentes externos, p53 activa sus funciones que conlleva la parada del ciclo celular, la reparación del DNA por daño o la entrada en apoptosis. Estos procesos son en gran medida dependientes de la capacidad de p53 de activar la transcripción de determinados genes.

En este resumen pasaremos revista sobre la estructura de p53, tanto a nivel genómico como proteico, su regulación tras la agresión celular y las funciones en las que está implicada. Analizaremos como muchas de las mutaciones presentes en tumores humanos, pueden modificar parte de estas funciones, lo que le confiere un papel esencial en el estudio de la formación y desarrollo de tumores y repasaremos algunos aspectos recientes de su papel en la capacidad de regular el numero correcto de cromosomas.

La  proteína p53, denominada así por su peso molecular (53Kdaltons), se ha convertido en objeto de estudio intenso cuando se observó que un alto porcentaje de los cánceres humanos contenían mutaciones en p53(1-3). La proteína p53 juega un papel crucial en la regulación de la proliferación celular y en la respuesta de la célula a estímulos de estrés; p53 induce tanto la parada del ciclo celular que previene la replicación de DNA dañado, como la activación de la apoptosis para eliminar células “defectuosas”(4). De hecho, la pérdida del gen p53 genera animales viables pero altamente susceptibles a padecer cáncer, como es el caso de los ratones TP53-nulos(5, 6). En humanos, las mutaciones de p53 se localizan mayoritariamente en células somáticas, con mutación de un alelo y perdida completa de la proteína “salvaje”. La presencia de mutantes de p53 en línea germinal se asocian con el síndrome Li-Fraumeni, una predisposición hereditaria a padecer cáncer a edad temprana(7)(Figura 1).

Los estudios que se están llevando a cabo ahora en numerosos laboratorios, y a los que pretende contribuir este trabajo, se centran principalmente en descifrar mecanismos en los cuales está implicada la función de p53 para prevenir el cáncer, cuales son las señales que activan a la proteína para elaborar futuras estrategias terapéuticas y su papel como modulador de la apoptosis(3, 4, 8-10).

p53 es una proteína supresora de tumores

Los genes supresores de tumores son genes que evitan la transformación tumoral. En estado “salvaje” su activación impide la transformación celular inducida por oncogenes como c-myc o ras, y mantiene una correcta tasa de crecimiento celular impidiendo los procesos de división celular inadecuados permitiendo una correcta homeostasis del organismo. En condiciones en los cuales un gen supresor deja de funcionar correctamente puede ser responsable de la formación de tumores. En la actualidad se han descrito más de 30 genes considerados supresores de tumores, de los cuales, la mitad aproximadamente, se han encontrado mutados o deleccionados en cánceres humanos. El primer gen descrito que codificaba una proteína supresora de tumores fue p53. Descubierto en 1979, p53 fue considerado durante una decada como uno nuevo oncogén –capaz de inducir transformación celular o tumores-  ya que inicialmente el gen p53 descubierto era una forma mutada e inactiva de p53 y por lo tanto cooperaba con otros oncogenes en los procesos de transformación celular. 

Posteriormente se descubrió como p53 formaba parte de la nueva familia de proteínas supresoras de tumores que tenían en común su papel anti-tumoral y la alta frecuencia con que aparecían mutadas en tumores (Figura 2). Otros miembros supresores de tumores son el retinoblastoma (Rb) (retinoblastomas y sarcomas), Brca1 y Brca2, (cáncer de mama y útero), p16INK4a (melanomas), APC (Adenomatous Polyposis Coli, poliposis adenomatosa familiar o cáncer de colon), etc.(4, 11-16).

La mayoría de las mutaciones de estos genes supresores son recesivas y la pérdida total de función requiere generalmente (p53 es la excepción) la inactivación de ambas copias cromosómicas.  Las mutaciones en p53 son diferentes que las que se encuentran en la mayoría de los supresores tumorales. Los genes Rb y APC, por ejemplo, se inactivan normalmente por mutaciones (nonsense) sin sentido que generan un codón de terminación y la proteína truncada o inestable; sin embargo, en p53 más del 70% de las mutaciones son las denominadas de (missense) diferente sentido que provocan el cambio en una base en un codon y que cambia un aminoácido (Figura 3). En el caso de p53, la proteína “salvaje” tiene una corta vida media y es muy difícil de detectar mediante técnicas que utilicen anticuerpos anti-p53, mientras que las proteínas p53 mutantes, presentes en tumores humanos, al cambiar solo un único aminoácido genera siempre una proteína con cambios conformacionales que incrementan su estabilidad y por lo tanto su acumulación y fácil detección de la proteína p53(17). Aunque en la mayoría de los casos la mutación se produce inicialmente en uno de los dos alelos, la proteína p53 mutante, anula la expresión del alelo “salvaje” (perdida de heterocigosidad)(18) siendo esta p53 mutante la única que se expresa lo permite su fácil detección mediante técnicas inmunohistoquimicas(3, 10, 13).

p53, guardián del genoma

La proteína p53 se encuentra en un estado latente y no-funcional en las células no expuestas a agresiones. En condiciones de agresión o daño celular, p53 se activa, incrementa sus niveles, principalmente aumentando la vida media de la proteína y genera una respuesta que conduce a una parada del ciclo celular y a la reparación del posible daño, aunque si este está muy extendido p53 provoca la entrada de la célula en apoptosis(19-22). De este modo, p53 disminuye la probabilidad de que se generen clones celulares llevando defectos genéticos (mutaciones, delecciones, inversiones) y actúa como “guardián del genoma”(8, 23). La proteína p53 se ha implicado también en procesos de reparación de DNA dañado, cuando se produce la escisión de nucleótidos, actuando como modulador; sin embargo el papel de p53 en estos procesos es más dudoso. Asimismo se ha observado cómo la pérdida de p53 conduce a un incremento en la inestabilidad genómica debida a un descenso en la tasa de reparación del DNA durante la recombinación homologa, sugiriendo un papel para p53 en el proceso(24-26). Bajo condiciones de activación de p53, es posible detectar fácilmente, utilizando técnicas basadas en anticuerpos anti-p53, la proteína p53 “salvaje” y por lo tanto funcional, lo que indica que la detección de p53 no está siempre asociada a la presencia de mutaciones.

 

Estructura de la proteína p53

El gen que codifica la proteína p53 se encuentra localizado en el brazo corto del cromosoma 17 (17p1.3) y está constituido por 11 exones, de los cuales el exón 1 contiene una secuencia no-codificante; en el exon 2 existen dos sitios putativos de inicio de la transcripción y el exon 11 contiene el codon de terminación y una gran secuencia no codificante (Figura 4). Este gen da lugar a una proteína de 393aa que puede dividirse en tres dominios funcionales: un dominio amino-terminal (N-), implicado en la activación transcripcional (residuos 1-70) y donde se localiza una sub-región rica en prolinas que contiene 5 copias (en p53 humano) de la secuencia PXXP (residuos 20-97); un dominio central que contiene la zona de unión al DNA específica de secuencia y que es la región más conservada de la proteína  (residuos 100-300); y un dominio carboxilo-terminal (C-) donde hay una región flexible (residuos 300-325), una zona de tetramerización (residuos 325-356) y un extremo básico (363-393) (Figura 5).

 

 
La proteína p53 se une al DNA en forma de tetrámero (Figura 6). La formación de esta estructura cuaternaria depende de la correcta activación de p53 y de las modificaciones post-traducionales de la región de tretamerización. Es en la formación del tetrámero donde juega un papel esencial la región C-terminal(27). Pero aunque la función de p53 depende de su tetramerización la región donde se concentran la mayoría de las mutaciones presentes en tumores humanos es en la región de unión al DNA. La región central, situada entre los aa 94 y 289, contiene 4 de los 5 dominios más conservados evolutivamente (I-V) y es la zona más importante de la proteína ya que es el dominio de unión específica al DNA (Figura 4). 

El estudio del espectro de mutantes de p53 indica una fuerte presión selectiva para mutaciones localizadas predominantemente en el dominio de unión a DNA de la proteína(3). Casi el 90% de las mutaciones presentes en tumores humanos se localizan entre los exones 4-9 (Figura 7) correspondientes a la región de unión al DNA donde existen punto “calientes de mutación”(Figura 8), que pueden causar en p53 tanto perdida de función supresora de tumores como ganancia de función oncogénica, y que modifican el repertorio de genes que son controlados por p53 como factor de transcripción(28). Esta dualidad podría ser una explicación de la alta frecuencia de mutaciones de p53 en cánceres humanos. Existe, sin embargo, mucha variación entre la presencia de mutantes de p53 dependiendo del tumor (Figura 9).  En la actualidad existe bases de datos con las mutaciones que se han encontrado en p53 que contiene más de 14.000 entradas y a la que se puede acceder a través de internet (http://www.iarc.fr/p53)(1). Las numerosas sustituciones de bases alteran la conformación de p53 y su capacidad transactivadora específica, con lo cual ha sido posible establecer en algunos casos la correlación entre distintos mutantes y cambios funcionales de la proteína. El espectro de mutaciones de p53 proporciona información sobre las regiones funcionales críticas que cuando están mutadas contribuyen al proceso  de carcinogénesis. El hecho de que la mayoría de las mutaciones están en la región central de unión específica al DNA, sugiere que la región transactivadora es de especial importancia para la supresión tumoral (Figura 8).

 

Activación de p53.

Teniendo en cuenta que p53 es una proteína con funciones críticas para la célula, no es de extrañar que su actividad esté regulada por mecanismos múltiples. La proteína p53 inactiva se localiza en el citoplasma a baja concentración y tiene una  vida media relativamente corta, de unos 20 minutos. Bajo estas condiciones, la proteína p53 debe recibir señales o sufrir modificaciones que la activen convirtiéndola en proteína funcional(3).  Las señales o sucesos  que conducen a la activación de p53 están principalmente asociados a situaciones de estrés celular tal como ocurre cuando dañamos el DNA por irradiaciones ionizantes o por ultravioleta, al reducir el contenido de nucleótidos inhibiendo rutas metabólicas de síntesis (ocurre con muchas drogas quimioterapéuticas), por hipoxia, por activación de oncogenes que disparan altos índices mitóticos, o por cambios en moléculas redox en la célula(9, 29) (Figura 10). Estos estímulos provocan un rápido incremento en los niveles de proteína p53 en la célula, tanto por el aumento en la estabilidad de la proteína como por su activación bioquímica a través de fosforilaciones y acetilaciones(4), todo lo cual permite a la proteína actuar como un factor de transcripción, unirse al DNA a regiones determinadas por secuencias de bases especificas localizadas en regiones promotoras y regular sus genes. La duración y la cinética del aumento de los niveles altos de proteína difieren según cual haya sido el factor productor de la activación de p53(3). La señales y las rutas de activación de p53 son complejas y todavía en fase de estudio (Figura 11)

La inducción de la proteína p53 en respuesta a daños en el DNA está regulada post-traducionalmente, con la estabilización de p53 como parte fundamental del proceso(22, 30). La detección de roturas en el DNA es una de las primeras señales que lleva a la inducción de p53(31). Este hecho se corroboró con estudios usando microinyección nuclear de DNA. Los resultados sugerían que daños de cadena simple superiores a 30 nucleótidos y una sola rotura de doble cadena eran suficientes para inducir parada del ciclo celular dependiente de p53(32). Tras el daño se produce un rápido incremento en los niveles de p53 en la célula; este aumento se debe principalmente a cambios en la vida media de la proteína y al aumento en la traducción de su mRNA. El aumento en los niveles de p53 suele ser proporcional al daño producido en el DNA, siendo, por ejemplo, diferente para distintas dosis de irradiación. De esta manera también varía la respuesta celular: bajos niveles de p53 debidos a poco daño en el DNA inducen la parada del ciclo celular, altos niveles de p53 debidos a un gran daño en el DNA hacen que la célula entre en apoptosis(33).

   La célula tiene sistemas que actúan como sensores para reconocer el daño que se produce en el DNA, roturas de cadena, o escisiones provocadas, por ejemplo, por dímeros de timidina durante la irradiación con UV. Entre estos sensores se encuentra la proteína ATM (mutada en la ataxia telangiectasia) cuya función normal está implicada en los procesos de señalización tras daños en el DNA hasta los moduladores del incremento de p53 y la consiguiente parada de ciclo celular, aunque manda también señales a otras proteínas efectoras distintas de p53(34).

La proteína p53 también es capaz de unirse por si misma a extremos de DNA, sitios de reparación de DNA o loops internos de delección(35). Es posible que tanto p53 como la proteína que detecta el daño en el DNA estén localizadas en el lugar de reparación del daño del DNA, donde pueden darse señales cruzadas de fosforilación u otras señales de activación, que produjeran una respuesta  final en la célula, como sería la parada del ciclo celular.

La situaciones de hipoxia pueden elevar los niveles de p53(36) Aunque todavía se desconocen los mecanismos que se desencadenan en hipoxia y las rutas que se activan, es probable que representen otro sistema por el cual la p53 previene la formación de tumores. Muchos tumores comienzan a replicarse hasta llegar a un tamaño crítico donde, al faltarles el aporte de nutrientes de los vasos sanguíneos, necesitan de factores angiogénicos para sobrevivir. La hipoxia que se da en el lugar del tumor en ese momento puede activar su p53 que eliminaría esas células. Se ha descrito que la troboespondina, un factor anti-angiogénico, tiene un gen regulado por p53; este factor también reduciría la vascularización del tumor(37).

Finalmente el descenso de los niveles de ribonucleótidos a un punto crítico es capaz también de activar p53. La necesidad de mantener unos niveles adecuados para la replicación del DNA y la progresión del ciclo celular parece estar controlado por p53, aunque las proteínas implicadas en el proceso aún se desconocen(29).

 

Con una contribución escasa de la activada transcripcional tras el estimulo, el aumento de los niveles de la proteína p53 se debe principalmente a una mayor estabilidad de la proteína inducida por regulación post-transcripcional mediante fosforilación, defosforilación, acetilación y sumolización. Estas modificaciones post-transcripcionales no solo aumentan la vida media de la proteína p53 sino que regulan su actividad biológica.

La fosforilación de residuos en las regiones amino y carboxi-terminal juega un papel decisivo en la función final de la proteína de ahí la importancia de estudiar con detalle la quinasas implicadas en la fosforilación especifica de residuos serinas, treoninas o tirosinas. En condiciones de reposo de p53, la región C-terminal se pliega sobre el dominio central de la molécula y evita su unión al DNA. La acetilación de residuos de lisina y la fosforilación de residuos de serina de esta región facilita la unión de p53 al DNA, probablemente al evitar el plegamiento de la molécula, acción que también se puede conseguir mediante anticuerpos, péptidos o drogas que actúan sobre esta región(38).

En el otro extremo de la molécula, la región N-terminal, también son esenciales las modificaciones de p53 para su correcta unión al DNA y para la transactivación de genes. En este escenario se sabe que la fosforilación de varios residuos N-terminales, incluidas las Ser15, ser20, ser37 y ser46 tras radiación ionizante (IR) y ultravioleta (UV) son importantes para la estabilización de la proteína. Sin embargo, el esquema de la fosforilación en sus sitios N-terminal es aun muy incompleta y desconocemos las quinasas involucradas especificas de residuos o asociadas al tipo de respuesta externa. Quinasas como la Casein Kinase I (ser6 y ser9), DNA-PK (ser15 y ser37), ATM y ATR (ser15), CDK-activating kinase (CAK; ser33), cdk2 y cdc2 (ser315), PKC (ser378) o la casein Kinase II (ser392), son parte de una lista incompleta de quinasas que además se entrecruzan con la actividad fosfatasa que muchas veces esta regulada por los mismos agentes inductores que para las quinasas(9). La idea que subyace en este momento es que el diferente grado de fosforilación de la proteína puede ser la responsable de la adquisición de una u otra función de p53. La radiación IR fosforila de novo la ser15 y defosforila la ser376. La acetilación de la lisina Lys 320 o Lys382 y su sumolización (adición de un pequeño péptido, tipo ubicuitina) puede modificar reversiblemente la conformación de p53 y por lo tanto su función (Figura 12).

 

Funciones de la proteína p53

Los estudios iniciales en ratón con el gen p53 mutado(5) demostraron que la función de p53 no era requerida para una embriogénesis normal, aunque posteriormente se demostró que no todos los embriones deficientes en p53 se desarrollan normalmente; una pequeña fracción tiene defectos en el cierre del tubo neural, así como otras anomalías del desarrollo(39, 40).

La proteína p53 es un factor de transcripción que regula la transcripción de genes que contienen elementos de respuesta a  p53 en sus regiones y que son responsables, en gran medida, de las funciones asociadas a p53. Así, los genes regulados transcripcionalmente por p53 pueden agruparse dependiendo de las funciones que realizan. Encontramos que p53 regula genes implicados en la inhibición del ciclo celular, en la reparación del daño en el DNA, en la inhibición de la angiogénesis (formación de novo de vasos) y en la inducción de la apoptosis (Figura13). Además, p53 regula la transcripción de MDM2, que a su vez regula los niveles de p53, lo que genera un sistema autoregulable. 

El primer gen activado transcripcionalmente por p53 que debemos considerar es Mdm2, su propio regulador. Tal como mencionábamos, los niveles de la proteína p53 dependen principalmente de la velocidad de degradación, más que de la velocidad a la que se genera nuevo p53. Esta degradación se regula mediante mecanismos post-trascripcionales, mediante los cuales la proteína p53, que en situaciones basales se degrada rápidamente, se estabiliza incrementandose su vida media. La degradación de p53 es dependiente de la via ubicuitina/proteosoma(41, 42), sistema que “marca” la proteína con varias copias de un pequeño peptido (ubicuitina), que es ahora identificada por la maquinaria de degradación “proteosoma”.  Mdm2 actúa como la ligasa E3 de la ubiquitina, una de las enzimas involucradas en el marcaje de la p53(43). Mdm2 interacciona con el extremo carboxilo terminal de p53 que contiene el dominio de transactivación(44). La inducción de p53 transactiva el promotor de Mdm2 (45, 46) y cuando se genera la proteína Mdm2 esta se une a p53 y la marca(47) (Figura 14).

Otra evidencia que implica a Mdm2 en la estabilización de  p53 viene de la observación de que la proteína p19ARF de ratón puede estabilizar p53 a través de su interacción con Mdm2(48, 49). Estudios recientes indican que p19ARF secuestra a la proteína Mdm2 en el nucleolo, impidiendo que acceda al nucleoplasma donde degradaría a p53, de esta manera p53 permanece activo más tiempo(50) (Figura 14)

 

Genes asociados con la inhibición del ciclo celular:

Una de los primeros efectos de la expresión de p53 es una parada del ciclo celular. La proteína p53 estimula directamente la expresión de p21WAF1/Cip1  un inhibidor de las kinasas dependiente de ciclina (CDK)(51, 52). Las CDKs se asocian a las ciclinas y son reguladores claves del ciclo celular. A través de su efecto negativo sobre varias CDKs, p21 inhibe las transiciones de G1-S, y de G2-mitosis. Las delecciones homólogas de p21ARF en ratones y líneas celulares humanas han permitido demostrar que esta proteína es un componente crítico de la parada de ciclo celular inducida por p53(53) y un componente esencial de los efectos de p53 in vivo (54, 55). Otros de los genes implicados en la parada del ciclo en G2 es Reprimo(56), y 14-3-3s, miembro de una familia de proteínas estructurales, que secuestran  el complejo ciclina B1-CDK1 fuera del núcleo lo que permite el mantenimiento del bloqueo en G2(57, 58). Otros genes como el de la Ciclina G, cuya función aún no es bien conocida ya que no se conocen sus CDKs (kinasas dependientes de ciclinas)(3, 59), o el IGF-BP3, que genera una proteína de unión al factor IGF (insulin growth factor) que bloquea señales mitogénicas(3), son dos nuevos ejemplos de genes que implicados en inhibir la proliferación celular directamente regulados por p53 (Figura 15).

 

Genes regulados por p53 y asociados con la reparación del daño al DNA.

El principal activador de p53 es la inducción de daño en el DNA. Además de contribuir a darle tiempo a la célula para que tome decisiones, parando su ciclo celular, p53 interviene en procesos de reparación del daño a través de la regulación de GADD45, proteína se une a PCNA (“Proliferating Cell Nuclear Antigen”), subunidad de la DNA polimerasa d, inhibiendo así la síntesis de DNA(8). Además regula la transcripción de la unidad R2 de la ribonucleótido reductasa(60), genes directamente implicados en la reparación de DNA, en concreto en la reparación por escisión de nucleótidos (Figura 15).

 

La apoptosis y genes implicados regulados por p53.

La introducción de p53 en células induce, además de la parada del ciclo celular(53, 61), apoptosis(62). De nuevo cabe preguntarse como funciona p53 en su papel de inductor de apoptosis.

Existen una batería de genes que son directamente regulados por p53 y cuya función esta directamente implicada en apoptosis (Figura 13). El más conocido es Bax, un miembro de la familia Bcl-2 que promueve la apoptosis celular. Está inducido por p53 aunque no en todos los tipos celulares(63). Proteínas miembros de la familia de Bcl-2 se han visto que funcionan, al menos en parte, regulando la liberación de citocromo C de la mitocondria, un evento observable en la apoptosis dependiente e independiente de p53(64, 65). Hay dos grupos de genes reguladores, los anti-apoptóticos como Bcl-2 y los pro-apoptóticos como Bax. Ambas clases de proteínas están localizadas en las membranas intracelulares, especialmente de la mitocondria, y se ha visto que interaccionan entre ellas. El gen Bax tiene sitios de unión a p53 en su promotor y se regula positivamente en respuesta a daño en el DNA y p53 en varios sistemas(66). La introducción de Bax en células resulta en una muerte celular  rápida que se puede inhibir por coexpresión de Bcl-2 y Bcl-X. De manera similar, la muerte mediada por p53 puede ser inhibida por Bcl-2/Bcl-X, lo que es consistente con un papel para Bax en la vía de muerte de p53(63). Sin embargo, Bax no está implicada siempre en la apoptosis mediada por p53(67) y no representa el único mecanismo de muerte celular dependiente de p53.

Recientemente, utilizando metodologías de análisis del genoma como arrays o SAGE (Serial Analysis of Gene Expresión), nuevos genes, directamente regulados por p53, han sido implicados en apoptosis. Es el caso de una colección de genes denominados genéricamente como “p53 Induced Genes” (PIGs) algunos de los cuales forman parte de genes implicados en los procesos de oxidación celular. Es atractivo y se ha especulado que la apoptosis por p53 es dependiente de la liberación de especies reactivas de oxigeno (ROS) a través de genes como PIG3.  Otro genes regulados por p53 y miembros apoptóticos de la familia Bcl2 que además forma parte de una subfamilia de proteínas denominadas “BH3-only”, y que son fuertes inductoras de la apoptosis son NOXA(68) y PUMA(69). También se identificó el gen que codifica la proteína p53AIP1(70), que al igual que  Bax, Noxa y los PIGs inducen la apoptosis a través de la función mitochondrial y que se evidencia por la rápida liberación al citoplasma del citocromo C (citoC)(71). El citoC favorece la asociación de la proteína reguladora APAF1, (también regulada por p53(72)) con la caspasa-9 formando un complejo el apoptosoma que dispara la cascada apoptotica. 

Sin embargo p53 también regula genes implicados en rutas de apoptosis vinculadas con receptores de muerte celular. El receptor de muerte CD95 (Fas/APO-1) es un miembro  de la superfamilia de receptores TNF, que media apoptosis mediante su interacción con su ligando (FasL), permitiendo la retirada de células autorreactivas y la eliminación de células infectadas por virus y células tumorogénicas (73-78). Fas es un mediador de la apoptosis vía la activación de la cascada de caspasas(79). La identificación de una secuencia denominada “dominio de muerte” en el dominio intracelular de Fas agrupa en la región submembrana una compleja maquinaria de activación de caspasas, y más específicamente interacciona con la caspasa 8 que es la que inicia el proceso(80-82) (Figura 16). La vía de apoptosis a través del receptor Fas está relacionada con la transformación tumoral y es regulada por p53(79, 83-87)(Figura 9), detectándose elementos de respuesta a p53 en la región promotora del gen Fas(88). Drogas que dañan el DNA son inductores de la expresión de Fas(88, 89) y dependiente de la expresión de p53 funcional, aunque se sabe que células con p53 mutado o sin p53 pueden expresar Fas constitutivamente(83). Una situación muy similar ocurre con DR5 o PIDD(90) miembros también de la familia de receptores de muerte con muy similar respuesta que FAS y también regulados por p53.  

Así p53 puede regular la apoptosis desde dos diferentes ángulos: o regulando receptores de muerte que activan la ruta de caspasas desde la membrana o activando la mitocondria y generando la liberación de citoC, que a su vez es un catalizador de la ruta de las caspasas y ROS que conducen a la activación de la apoptosis (Figura 17).  

La regulación de la apoptosis por p53 es muy fina y la activación de estos genes de apoptosis transcripcionalmente regulados por unión de p53 en su región promotora no es idéntica para todos los genes. Se ha propuesto que dependiendo del grado de activación de p53, es decir del grado de fosforilación/ acetilación /somolización, p53 es capaz de inducir genes reguladores, pero el orden exacto de fosforilación y su contribución específica en la función efectora de p53 esta aun por dilucidar. Por ejemplo, la ser6, ser9, ser15, ser20 y ser37 son fosforilados, por quinasas como ATM, DNA-PK o Chk2, en respuesta a daño celular y se sabe que regula genes asociados a reparación o genes asociados a la regulación del ciclo celular, mientras que la fosforilación de la ser46, por las quinasas p38aMAPK o HIPK2 es funcionalmente importante ya que contribuye a la activación de genes apoptóticos (Figura 18).

Una alternativa es que p53 puede regular la apoptosis a través de mecanismos independientes de la transcripción(91, 92). En experimentos utilizando inhibidores de la transcripción y de la síntesis de proteínas p53 puede ser capaz de inducir apoptosis(93), lo que sugiere que pueden existir mecanismos de apoptosis independientes de transcripción y que son regulados por p53. Los mecanismos de regulación de p53 no transcripcionales se asocian a la capacidad que tiene de interaccionar con otras proteínas que pueden modificar su función. Entre estas están proteinas virales como la proteína del adenovirus Ad E1B 55kD, o del virus de la hepatitis

 HBV X(94), o la reciente interacción con securina (Figura 19), responsable de la correcta segregación cromosómica y que inhiben las funciones de p53(95)(Figura 20). Pero no todas las proteínas que interaccionan con p53 generan inhibición de las funciones, ASPP1 y ASPP2 son miembros de una nueva familia que estimula la función apoptotica al facilitar la transcripción de p53 sobre genes implicados en apoptosis como Bax o PIG3(96).

En resumen la actividad final de p53 depende, no solo de una enorme potencialidad de p53 de actuar como factor de transcripción sobre genes asociados a las funciones que regula: parada del ciclo celular, reparación del DNA, angiogenesis o apoptosis, sino que la respuesta final también la dan aquellas proteínas con las que interacciona.  Sin duda, la interacción de p53 con nuevas proteínas capaces de regular su actividad y el espectro de expresión de genes regulados por p53 definirán la función de esta apasionante molécula, que a pesar de los más de 25 años de su descubrimiento sigue siendo objeto de atención por investigadores básicos y clínicos y cuyo estudio es uno de los ejes de investigación en oncología.  


Bibliografia

1.     T. Soussi, K. Dehouche and C. Béroud. p53 website and analysis of p53 gene mutations in human cancer:forging a link between epidemiology and cancerogenesis., Hum Mutat, 2000. 15, 105-113

2.     T. Soussi and C. Béroud. Assessing TP53 status in human tumors to evaluate clinical outcome, Nature Review Cancer, 2001. 1, 233-240

3.     A. J. Levine. p53, the cellular gatekeeper for growth and division, Cell, 1997. 88, 323-331

4.     R. V. Sionov and Y. Haupt. The cellular response to p53:the decission between life and death, Oncogene, 1999. 18, 6145-6157

5.     L. A. Donehower, M. Harvey, B. L. Slagle, M. J. McArthur, C. J. Montgomery, J. S. Butel and A. Bradley. Mice deficient for p53 are developmentally normal but susceptible to spontaneous tumors, Nature, 1992. 356, 215-221

6.     T. Jacks, L. Remington, B. O. Williams, E. M. Schmitt, S. Halachmi, R. T. Bronson and R. A. Weinberg. Tumor spectrum analysis in p53-mutant mice, Current Biol., 1994. 4, 1-7

7.     A. Chompret. Li-Fraumeni syndrome, Biochemie, 2002.

8.     T. M. Gottlieb and M. Oren. p53 in growth control and neoplasia, Biochem. Biophys. Acta, 1996. 1287, 77-102

9.     A. J. Giaccia and M. B. Kastan. The complexity of p53 modulation emerging patterns from divergent signals, Genes Dev., 1998. 12, 2973-2983

10. L. J. Ko and C. Prives. p53: puzzle and paradigm, Genes and Dev, 1996. 10, 1054-1072

11. A. J. Levine. The tumor supressor genes, Annu. Rev. Biochem., 1993. 62, 623-651

12. J. Massagué and K. Polyak. Mammalian antiproliferative signals and their targets, Curr. Opin. Genet. Dev., 1995. 5, 91-96

13. S. P. Hussain and C. C. Harris. Molecular epidemiology of human cancer: contribution of mutation spectra studies of tumor supressor genes, Cancer Res, 1998. 58, 4023-4037

14. M. Serrano, H.-W. Lee, L. Chin, C. Cordón-Cardo, D. Beach and R. A. De-Pinho. Role of the INK4a locus in tumor supression and cell mortality, Cell, 1996. 85, 27-37

15. R. A. Weinberg. The retinoblastoma protein and cell cycle control, Cell, 1995. 81, 323-330

16. Y. Haupt, S. Rowan and M. Oren. p53-mediated apoptosis in HeLa cells can be overcome by  excess pRb, Oncogene, 1995. 10, 1563-1571

17. C. C. Harris. p53: at the crossroads of molecular carcinogenesis and risk assessment, Science, 1993. 262, 1980-1981

18. K. Roemer. Mutant p53: Gain-of-function oncoproteins and wild-type p53 inactivators, Biol. Chem, 1999. 380, 879-887

19. V. Rotter, R. Aloni-Grinstein, D. Schwartz, N. B. Elkind, A. Simons, R. Wolkowicz, M. Lavigne, P. Beserman, A. Kapon and N. Goldfinger. Does wild-type p53 play a role in normal differentiation?, Semin. Cancer. Biol., 1994. 5, 229-236

20. M. Oren. Relationship of p53 to the control of apoptotic cell death, Sem. Cancer. Biol., 1994. 5, 221-227

21. M. B. Kastan, Q. Zhan, W. S. El- Deiry, F. Carrier, T. Jacks, W. V. Walsh, B. S. Plunkett, B. Vogelstein and A. J. Fornace. A mammalian cell cycle checkpoint pathway utilizing p53 and GADD45 is defective in ataxia telangiectasia, Cell, 1992. 71, 587-597

22. M. B. Kastan, O. Onyekwere, D. Sidransky, B. Vogelstein and R. W. Craig. Participation of p53 protein in the cellular response to DNA damage, Cancer Res., 1991. 51, 6304-6311

23. D. P. Lane. Cancer: p53, guardian of the genome, Nature, 1992. 358, 15-16

24. X. W. Wang, H. Yeh, L. Schaeffer, R. Roy, V. Moncollin, J. M. Egly, Z. Wang, E. C. Freidberg, M. K. Evans, B. G. Taffe, V. A. Bohr, G. Weeda, J. H. Hoeijmakers, K. Forrester and C. C. Harris. p53 modulation of TFIIH-associated nucleotide excision repair activity, Nat. Genet., 1995. 10, 188-195

25. J. M. Ford and P. C. Hanawalt. Li-Fraumeni syndrome fibroblast homozygous for p53 mutations are deficient in global DNA repair but exhibit normal transcription-coupled repair and enhanced UV-resistance, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1995. 92, 8876-8880

26. M. L. Smith, I. T. Chen, Q. Zhan, P. M. O'Connor and A. J. Fornace, Jr. Involvement of the p53 tumor supressor in repair of UV-type DNA damage., Oncogene, 1995. 10, 1053-1059

27. J. Ahn and C. Prives. The C-terminal of p53: the more you learn the less you know, Nature Structural Biology, 2001. 8, 730-732

28. D. P. Lane and S. Bechimol. p53: oncogene or anti-oncogene, Genes Dev., 1990. 4, 1-8

29. S. P. Linke, K. C. Clarkin, A. D. DiLeonardo, A. Tsou and G. M. Wahl. A reversible, p53 dependent G0/G1 cell cycle arrest induced by ribonucleotide depletion in the absence of detectable DNA damage, Genes Dev., 1996. 10, 934-947

30. R. B. Tishler, S. K. Calderwood, C. N. Coleman and B. D. Price. Increases in sequence specific DNA binding by p53 following treatment with chemotherapeutic and DNA damaging agents, Cancer Res., 1993. 53, 2212-2216

31. W. G. Nelson and M. B. Kastan. DNA strand braks: the DNA template alterations that trigger p53-dependent DNA damage response pathways, Mol. Cell. Biol., 1994. 14, 1815-1823

32. L. C. Huang, K. C. Crarkin and G. M. Wahl. Sensitivity and selectivity of the DNA damage sensor responsible for activating p53-dependent G1 arrest, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1996. 93, 4827-4832

33. X. Chen, L. J. Ko, L. Jayaraman and C. Prives. p53 levels, functional domains and DNA damage determine the extent of the apoptotic response of tumor cells, Genes Dev., 1996. 10, 24-38

34. C. E. Canman, A. C. Wolff, C. Y. Chen, A. J. J. Fornace and M. B. Kastan. The p53-dependent G1 cell cycle checkpoint pathway and ataxia-telangiectasia, Cancer Res., 1994. 54, 5054-5058

35. S. Lee, B. Elenbaas, A. J. Levine and J. Griffith. p53 and its 14Kda C-terminal domain recognize primary DNA damage in the form of insertion/delection mismatches, Cell, 1995. 81, 1013-1020

36. T. G. Graeber, C. Osmanian, T. Jacks, D. E. Housman, C. J. Koch, S. W. Lowe and A. J. Giaccia. Hypoxia-mediated selection of cells with diminished apoptotic potential in solid tumors, Nature, 1996. 379, 88-91

37. E. Gottlieb, S. Lindner and M. Oren. Relationship of sequence-specific transactivation and p53-regulated apoptosis in interleukin 3-dependent hematopoietic cells, Cell Growth Differ., 1996. 7, 301-310

38. G. Selivanova, R. Kawasaki, L. and K. G. Wiman. Reactivation of mutant p53: a new strategy for cancer therapy., Sem. Cancer Biol., 1998. 8, 369-378

39. J. F. Amstrong, M. H. Kaufman, D. J. Harrison and A. R. Clarke. High-frecuency developmental abnormalities in p53 deficient mice, Curr. Biol., 1995. 8, 937-943

40. C. J. Nicol, M. L. Harrison, R. R. Laposa , I. L. Gimelshtein and P. G. Wells. A teratologic supressor role for p53-deficient mice, Nat. Genet., 1995. 10, 181-187

41. S. N. Jones, A. E. Roe, L. A. Donehower and A. Bradley. Rescue of embryonic lethality in Mdm2-deficient mice by absence of p53, Nature, 1995. 378, 206-208

42. Y. Haupt, R. Maya, A. Kazaz and M. Oren. Mdm2 promotes the rapid degradation of p53, Nature, 1997. 387, 296-299

43. R. Honda, H. Tanaka and H. Yasuda. Oncoprotein MDM2 is a ubiquitin ligase E3 for tumor suppressor p53, FEBS Lett., 1997. 420, 25-27

44. P. H. Kussie, S. Gorina, V. Marechal, B. Elenbaas, J. Moreau, A. J. Levine and N. P. Pavletich. Structure of theMDM2 oncoprotein bound to the p53 tumor suppressor transactivation domain, Science, 1996. 274, 948-953

45. X. Wu, J. H. Bayle, D. Olson and A. J. Levine. The p53-mdm2 autoregulatory feedback loop, Genes Dev., 1993. 7, 1126-1132

46. Y. Barak, T. Juven, R. Haffner and M. Oren. mdm2 expression is induced by wild type p53 activity, EMBO J., 1993. 12, 461-468

47. J. Momand, H. H. Wu and G. Dasgupta. MDM2--master regulator of the p53 tumor suppressor protein., Gene, 2000. 242, 15-29

48. Y. Zhang, Y. Xiong and W. G. Yarbrough. ARF promotes MDM2 degradation and stabilizes p53: ARF-INK4a locus deletion impairs both the Rb and p53 tumor suppressor pathways, Cell, 1998. 92, 725-734

49. J. Pomerantz, S.-A. N., H. J. Liegeois, A. Silverman, L. Alland, L. Chin, J. Potes, K. Chen, I. Orlow, H.-W. Lee, C. Cordon-Cardo and R. DePinho. The Ink4 tumor supressor gene product p19ARF, interacts with MDM2 and neutralizes MDM2's inhibition of p53, Cell, 1998. 92, 713-723

50. J. D. Weber, L. J. Taylor, M. F. Roussel, C. J. Sherr and D. Bar-Sagi. Nucleolar Arf sequesters Mdm2 and activates p53, Nat. Cell. Biol., 1999. 1, 20-26

51. J. W. Harper, G. R. Adami, N. Wei, K. Keyomarsi and S. J. Elledge. The p21 CDK-interacting protein cip1 is a potent inhibitor of G1 cyclin-dependent kinases, Cell, 1993. 75, 805-816

52. H. Zhang, G. J. Hannon and D. Beach. p21-containing cyclin kinases exist in both active and inactive states, Genes Dev., 1994. 8, 1750-1758

53. Y. Xiong, G. J. Hannon, H. Zhang, D. Casso, K. R. and D. Beach. p21 is a universal inhibitor of cyclin kinases, Nature, 1993. 366, 701-704

54. C. Deng, P. Zhang, J. W. Harper, S. J. Elledge and P. Leder. Mice lacking p21CIP1/WAF1 undergo normal development but are defective in G1 checkpoint control, Cell, 1995. 82, 675-684

55. J. P. Brown, W. Wei and J. M. Sedivy. Bypass of senescence after disruption of p21CIP1/WAF! gene in normal diploid human fibroblast, Science, 1997. 277, 831-834

56. R. Ohki, J. Nemoto, H. Murasawa, E. Oda, J. Inazawa, N. Tanaka and T. Taniguchi. Reprimo, a new candidate mediator of the p53-mediated cell cycle arrest at the G2 phase., J. Biol. Chem., 2000. 275, 22627-22630

57. C. Laronga, H. Y. Yang, C. Neal and M. H. Lee. Association of the cyclin-dependent kinases and 14-3-3 sigma negatively regulates cell cycle progression., J. Biol. Chem., 2000. 275, 23106-23112

58. T. A. Chan, H. Hermeking, C. K. Lengauer, K.W. and B. Vogelstein. 14-3-3Sigma is required to prevent mitotic catastrophe after DNA damage., Nature, 1999. 401, 616-620

59. K. Okamoto and C. Prives. A role of cyclin G in the process of apoptosis, Oncogene, 1999. 18, 4606-4615

60. H. Tanaka, H. Arakawa, T. Yamaguchi, K. Shiraishi, S. Fukuda, K. Matsui, Y. Takei and Y. Nakamura. A ribonucleotide reductase gene involved in a p53-dependent cell-cycle checkpoint for DNA damage, Nature, 2000. 404, 42-49

61. W. S. El-Deiry, T. Tokino, V. E. Velculescu, D. B. Levy, R. Parsons, J. M. Trent, D. Lin, E. Mercer, K. W. Kinzler and B. Vogelstein. WAF1, apotential mediator of p53 tumor suppression, Cell, 1993. 75, 817-825

62. E. Yonish-Rouach, D. Resnitzky, J. Lotem, L. Sach, A. Kimchi and M. Oren. Wild-type p53 induces apoptosis of myeloid leukaemic cells that is inhibited by interleukin-6, Nature, 1991. 353, 345-347

63. S. Bates and K. H. Vousden. Mechanism of p53-mediated apoptosis, Cell. Mol. Life. Sci., 1999. 55, 28-37

64. R. M. Kluck, E. Boissy-Wetzel, D. R. Green and D. D. Newmeyer. The release of cytochrome c from mithocondria: a primary site for bcl-2 regulation of apoptosis, Science, 1997. 275, 1132-1136

65. J. Yang, X. Liu, K. Bhalla, C. N. Kim, A. M. Ibrado and C. J. Prevention of apoptosis by bcl-2: release of cytocrome c from mithocondria blocked, Science, 1997. 275, 1129-1132

66. T. Miyashita and J. C. Reed. Tumor suppressor p53 is a direct transcriptional activator of the human bax gene, Cell, 1995. 80, 293-299

67. M. C. Knudson, K. S. K. Tung, W. G. Tourtellotte, G. A. J. Brown and S. J. Korsmeyer. Bax-deficient mice with lymphoid hyperplasia and male germ cell death, Science, 1995. 270, 96-98

68. E. Oda, R. Ohki, H. Murasawa, J. Nemoto, T. Shibue, T. Yamashita, T. Tokino, T. Taniguchi and N. Tanaka. Noxa, a BH3-only member of the Bcl-2 family and candidate mediator of p53-induced apoptosis., Science, 2000. 288, 1053-1058

69. J. Yu, L. Zhang, P. M. Hwang, K. W. Kinzler and B. Vogelstein. PUMA induces the rapid apoptosis of colorectal cancer cells., Mol Cell, 2001. 7, 673-682

70. K. Oda, H. Arakawa, T. Tanaka, K. Matsuda, C. Tanikawa, T. Mori, H. Nishimori, K. Tamai, T. Tokino, Y. Nakamura and Y. Taya. p53AIP1, a potential mediator of p53-dependent apoptosis, and its regulation by Ser-46-phosphorylated p53., Cell, 2000. 102, 849-62

71. X. Wu and D. Y. Bax and BH3-domain-only proteins in p53-mediated apoptosis., Front Biosci, 2002. 7, 151-156

72. A. I. Robles, N. A. Bemmels, F. A.B. and C. C. Harris. APAF-1 is a transcriptional target of p53 in DNA damage-induced apoptosis., Cancer Res., 2001. 61, 6660-4

73. S. Nagata. Apoptosis by death factor, Cell, 1997. 88, 355-365

74. T. Akagi, T. Yoshino and E. Kondo. The Fas antigen and Fas-mediated apoptosis in B-cell differentiation, Leuk. Lymphoma, 1998. 28, 483-9

75. A. M. Chinnaiyan and V. M. Dixit. Portrait of an executioner: the molecular mechanism of FAS/APO-1-induced apoptosis., Semin Immunol, 1997. 9, 69-76

76. L. E. French, M. Hahne, I. Viard, G. Radlgruber, R. Zanone, K. Becker, C. Muller and J. Tschopp. Fas and Fas ligand in embryos  and adult mice: Ligand expression in several  immune privilege tissues and coexpression in adult tissues characterize by apoptotic cell turnover., J. Cell. Biol., 1996. 133, 335-343

77. M. Sata and K. Walsh. TNFalpha regulation of Fas ligand expression on the vascular endothelium modulates leukocyte extravasation, Nature Med., 1988. 4, 415-420

78. S. Strand, W. J. Hofmann, H. Hug, M. Müller, G. Otto, D. Strand, S. M. Mariani, W. Stremmel, P. H. Krammer and P. R. Galle. Lymphocyte apoptosis induced CD95 (APO-1/Fas) ligand -expressing tumor cells: A mechanism of immune evasion?, Nat. Med., 1996. 2, 1361-1366

79. K. Schulze-Osthoff. The Fas/APO1 receptor and its deadly ligand, Trends Cell Biology, 1994. 4, 421-426

80. M. P. Boldin, T. M. Goncharov, Y. V. Goltsev and D. Wallach. Involvement of Mach, a novel Mort1-FADD-interacting protease, in Fas/APO1-anti TNF receptor induced cell death, Cell, 1996. 85, 803-815

81. A. M. Chinnaiyan, K. O'Rourke, N. Tewari and V. M. Dixit. FADD, a novel death domain-containing protein, interacts with the death domain of fas and initiates apoptosis, Cell, 1995. 81, 505-512

82. B. Huang, M. Eberstadt, E. T. Olejniczak, R. P. Meadows and S. W. Fesik. NMR structure and mutagenesis of the Fas (APO-1/CD95) death domain, Nature, 1996. 384, 638-41

83. A. Ashkenazi and V. M. Dixit. Death receptors: signalling and modulation, Science, 1998. 281, 1305-1308

84. S. Nagata and P. Golstein. The Fas death factor, Science, 1995. 267, 1449-1456

85. L. B. Owen-Schaub, W. Zhang, J. C. Cusack, L. S. Angelo, S. M. Santee, T. Fujiwara, J. A. Roth, A. B. Deisseroth, W. W. Zhang, E. Kruzel and R. Radinski. Wild-type human p53 and a temperature-sensitive mutant induce Fas/APO-1 expression, Mol Cell Biol, 1995. 15, 3032-40

86. M. A. Sheard, B. Vojtesek, L. Janakova, J. Kovarik and J. Zaloudik. Up-regulation of Fas (CD95) in human p53wild-type cancer cells treated with ionizing radiation., Int J Cancer, 1997. 73, 757-62

87. A. Gutierrez del Arroyo, C. Gil-Lamagniere, I. Lazaro, M. C. de Marco, I. Layunta and A. Silva. Involvement of p53 and interleukin 3 in the up-regulation of CD95 (APO-1/Fas) by X-ray irradiation., Oncogene, 2000. 19, 3647-55.

88. M. Müller, S. Wilder, D. Bannasch, D. Israeli, K. Lehlbach, M. Li-Weber, S. L. Friedman, P. R. Galle, W. Stremmel, M. Oren and P. H. Krammer. p53 activates the CD95 (Apo-1/Fas) gene in response to DNA damage by anticancer drugs, J. Exp. Med., 1998. 188, 2033-2045

89. S. Fulda, H. Sieverts, C. Friesen, I. Herr and K. M. Debatin. The CD95 (APO-1/Fas) system mediates drug induce apoptosis in neuroblastoma cells, Cancer Res., 1997. 57, 3823-3829

90. Y. Lin, W. Ma and S. Benchimol. Pidd, a new death-domain-containing protein, is induced by p53 and promotes apoptosis., Nature Genetics, 2000. 26, 122-127

91. P. Shaw, R. Bovey, S. Tardy, R. Sahli, R. Sordat and J. Costa. Induction of apoptosis by wild type p53 in a human colon tumor- derived cell line, Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1992. 89, 4495-4499

92. E. Yonish-Rouach, J. Borde, M. Gotteland, Z. Mishal, A. Viron and E. May. Induction of apoptosis by transiently transfected metabolically stable wt p53 in transformed cell lines, Cell Growth Differ., 1994. 1, 39-47

93. C. Caelles, A. Helmberg and M. Karin. p53-dependent apoptosis in the absence of transcriptional activation of p53-target genes, Nature, 1994. 370, 220-223

94. S. Murakami. Hepatitis B virus X protein: a multifunctional viral regulator., J Gastroenterol, 2001. 36, 651-60

95. J. A. Bernal, R. Luna, A. Espina, I. Lazaro, F. Ramos-Morales, F. Romero, C. Arias, A. Silva, M. Tortolero and J. A. Pintor-Toro. Human securin interacts with p53 and modulates p53-mediated transcriptional activity and apoptosis., Nat Genet, 2002. 32, 306-11

96. Y. Samuels-Lev, D. J. O'Connor, D. Bergamaschi, G. Trigiante, J. K. Hsieh, S. Zhong, I. Campargue, L. Naumovski, T. Crook and X. Lu. ASPP proteins specifically stimulate the apoptotic function of p53, Mol Cell, 2001. 8, 781-94


Conganat-  2002

Uninet.edu & Club de Informática Aplicada de la SEAP


Correo-e contacto mailto:conganat@uninet.edu

principio | principal | siguiente | anterior |